WinSera無外泌體血清的常見問題？

能不能用無血清培液養，能不能用正常培液養到70%換無外泌體血清的培液？

有些paper確實會使用無血清培養液培養細胞然后收上清分離外泌體，論壇中也有已經發表文章的朋友使用該方法，該方法是使用含有外泌體的血清培養細胞到一定密度，然后吸去培液，PBS洗數次之后換無血清培液進行培養即可。但是目前很多高檔次的paper基本都是使用含無外泌體血清的培液進行細胞培養的，無外泌體血清可以按照之前hzangs的推文介紹的方法制備。   如果你的無外泌體血清比較珍貴，也可以考慮先將細胞使用有外泌體血清培養，細胞長到一個合適的密度如70%-80%左右時，吸去培液，37℃預熱的PBS清洗細胞3-5遍，換無外泌體血清的培液即可。

那種分離方法好？

使用何種方法進行外泌體的分離是一個比較復雜的問題。這個問題涉及到你計劃的下游實驗是什么。通常來說下游實驗涉及RNA的，對外泌體純度要求可能不高，但是如果下游研究設計蛋白，那么對外泌體的純度要求還是比較高的。在此列出常見分離方法的一些優缺點供大家根據自己的實驗進行選擇。超速離心法：操作繁瑣，技術難度高，耗時長，分離外泌體純度較高，目前分離外泌體的金標準；聚合物沉淀法：操作簡便，技術難度低，耗時短，分離外泌體純度低，可能被reviewer質疑；膜親和法：操作簡便，適用于RNA實驗，耗時短，技術難度低，分離外泌體的純度尚可接受；凝膠排阻法：操作相對簡單，技術難度略高，分離外泌體純度高，但很難保證無菌；抗體親和沉淀法：操作簡單，純度尚可，但是抗體很貴并且抗體不可回收利用。

用哪個marker做WB好？常用的是CD63、CD81等等，

 外泌體蛋白做WB用什么內參基因？

外泌體做WB的內參基因一直存在爭議。但是按照David Lyden曾發表于CNS的paper，actin和GAPDH 都可以的。

用多少培液收外泌體？

培液使用量取決于細胞系。有些細胞系外泌體釋放量高，幾毫升即可；有些釋放量低，需要上百毫升。一般來說一個普通的細胞系，用超離分離外泌體，第一次摸索條件，起始培液量最好50ml以上。